AYÇİÇEĞİNDE MİLDİYÖ HASTALIĞI (Plasmopara halstedii)
Mildiyö hastalığına obligat bir fungal parazit olan Plasmopara halstedii etmeni sebep olmaktadır. Mikologlar mildiyö hastalığına sebep olan P.halstedii’nin 35 genus (cins) ve 80 türünü sınıflandırmışlardır. Konukçu yaygınlık çalışmalarında hastalık etmeni diğer tür Compositae familyalarından izole edilse bile ayçiçeğini enfekte eden etmenin diğerlerinden daha az olduğu belirlenmiştir. Sadece birkaç türü ayçiçeği üzerinde patojenik etkiye sahiptir.
Ayçiçeklerinde mildiyö hastalığına neden olan Plasmopara halstedii fungusu 1876 tarihinde Halsted tarafından Massachusetts (A.B.D)’de rapor edilmiştir.
Plasmopara halstedii’nin Taksonomik Sınıflandırması
Sınıf: Oomycetes
Takım: Peronosporales
Familya: Peronosporaceae
Cins: Plasmopara
Tür: Plasmopara halstedii (Farl.) Berl. et de Toni
Sinonimi: Peronospora halstedii Farl
Rhysotheca halstedii (Farl.) G.W.Wilson
Plasmopara helianthi Novot. f. helianthi
Yaygınlığı ve Ekonomik Önemi
Plasmopara halstedii ayçiçeği gibi Kuzey Amerika orijinli olup ayçiçeği tarımı yapılan diğer bölgelere de yayılmıştır. Fungus, bütün kıtalarda rapor edilmiştir ve ayçiçeği yetiştirilen subtropikal bölgelere kıyasla ılıman iklimin hâkim olduğu yerlerde daha yaygındır ve daha fazla verim kayıplarına sebep olmaktadır (Şekil 1). Mildiyöye erken dönemde yakalanıp yok olan bitkilerin bulunduğu bir tarlada, geri kalan diğer sağlıklı bitkilerde daha geniş tablalar oluşmakta ve görünüşte aşikâr olan verim kaybı nispeten dengelenmektedir. Enfekte olan ve hayatta kalan bitkilerin tohumları daha açık renkli ve hafif, yağ oranı daha düşük ve daha küçük tablaya sahip olur. Meydana gelebilecek verim kayıpları dayanıklı hibrit çeşitlerin kullanılması ve yüksek etkili fungusitlerle tohum ilaçlamalarının yapılması ile büyük oranda minimize edilmektedir.
Belirtileri
Mildiyö simptomlarının şiddeti ve tipi inokulum miktarına, çeşidin hassasiyetine, toprak nemi, sıcaklık gibi iklim faktörlerine ve üretkenlik seviyesine bağlı olarak çok değişkenlik göstermektedir. Simptomlar lokal veya sistemik olarak sınıflandırılıp genellenebilir.
Fide ölümleri: Genç bitki veya fidelerin bütün toprakaltı bitki parçaları ve köklerinde açıkça görülebilen simptomlar ile sistemik bir etki olarak ortaya çıkmaktadır. Çıkış öncesi fide ölümleri veya çıkış sonrası fide yanıklıkları fidelerin suyla doymuş serin topraklarda optimum şartlar ile birleşmiş yüksek inokulum konsantrasyonunda açığa çıkar. P.halstedii tarafından ölmüş tek fidelerin teşhisi güç olabilir. Çünkü fideler ile tipik yaprak simptomları ve ölü kökler çabucak diğer funguslar tarafından sömürgeleştirilmiş olabilir. Fide ölümlerinin yakınında herhangi bir mildiyö enfekte olmuş bitkinin görünüşü var ise fide ölümleri için de sebep olarak P. halstedii verilebilir.
Sistemik Mildiyö:Köklerde başlayan sistemik bulaşma; klorotik hal almış kırışık buruşuk yapraklar ve internodların kısalması ile bodurlaşmış bitkiler olarak karakterize edilir (Şekil 2). Sararmanın en erken simptomları ilk gerçek yapraklar ve kotiledon üzerinde bellidir. Fungus tarafından kolonize olmuş yaprak alanını gösteren yaprak klorozları, ana damarlar ile kuşatılmış bir bölge ile sınırlanabilir veya bütün yaprağı kaplayabilir. Sistemik olarak enfekte olmuş bitkilerde sonradan çıkan bütün yapraklar tamamen veya kısmen klorotiktir. Serin iklim koşullarında yoğun bir çiğ veya yağmurdan sonra yaprakların alt yüzeyinde aseksüel sporların oluşturduğu beyaz tabaka meydana gelir. Bu sporangiumlar (sporangia) rüzgâr ve yağmur damlalarının sıçratmaları ile taşınır ve yağışlı hava süresince oluşabilir. Sistemik olarak bulaşmış bitkiler olgunluğa erişirlerse diğer enfekte olmamış bitkilerin yarısı yüksekliğinde veya daha az boyda olurlar. Bazen sistemik mildiyö simptomları enfekte olmamış taban yapraklar ile yukarı doğru erişir ve bitkinin ortasındaki yapraklar üzerinde ortaya çıkar. Bu durum hızlı bitki büyümesine olanak sağlayan iklim şartları, genç fidelerden ziyade birkaç hafta daha yaşlı bitkilerin enfeksiyonu ile, düşük inokulum yoğunluğu gibi idealden daha düşük enfeksiyon faktörleri olduğu zaman sonuçlanır.
Eğer sistemik olarak enfekte olmuş bitkiler olgunluğa ulaşırlarsa birkaç tabla meydana getirebilir, çok karakteristik bir özellik olarak tabla yüzlerini yukarıya doğru çevirirler ve yaşamını sürdürebilecek tohum varlığı belirsizdir. Enfekteli bitkilerde tabla çapı düşer ve bununla beraber her bir tabladaki tohum sayısı ve ağırlığı da azalır.
Ayçiçeği çeşit- mildiyö ırk kombinasyonu içinde, Fungus (mantar) sistemik olarak yerleşmiş olmaz, ve simptomlar spesifik bitki parçalarında sınırlanmış olabilir. Ljubich (1989) P. halstedii’nin kotiledonlar üzerinde bol sporulasyon meydana getirdiğini, fakat yukarıda kotiledon boğumu (nodu) üzerinde görünüşte anlaşılır kolonizasyon olmadığını gözlemiştir. Bununla beraber, açıkça kotiledon kaidesi üzerinde ölçülebilirse fide hassas olarak nitelendirilir, fakat sporulasyonun veya üstteki yaprakların üzerinde diğer simptomların bulunmaması bir dayanıklılık tepkisini işaret eder. Sınırlı kotiledon enfeksiyonlu ayçiçeği genotipleri görünüşte normal olgunlukta bitkiler ve normal verim meydana getirir. Sınırlı kotiledon enfeksiyon ifadesi, ancak, çevresel olarak etkilenir, ve hızlı bitki gelişimi şartlar uygun ve fungal gelişme için optimumun altında ise, en azından hassas bitkilerde sadece kotiledonlar üzerinde görülebilir.
Hoes (1983) tarafından saptanmış olan ve nadiren gözlenen bir diğer belirti dolambaçlı yönde çevrilmiş (burulmuş) yaprak simptomudur. Konukçu patojen interaksiyonu içerisinde, fungus fide döneminde tipik olmayan bir biçimde orta bodurluk ve en önemlisi ilk yaprak çiftinde ana damarların deformasyonu ile burmalı bir görünüş oluşturur. Fungus misel halinde iken yaprak dokusu ve sap içerisinde bulunur, yüzeysel sporulasyon gözlenmez. Bitkiler enfekteli iken genellikle olgunluğa ulaşır ve yaklaşık normal verimini verir. Bu belirti eksik (kusurlu/bitmemiş) dayanıklılık olarak ifade edilir.
Eğer ortamda yağmur, çiğ gibi nem mevcutsa rüzgar yoluyla yapraklar üzerine ulaşan zoosporlar çimlenerek lokal lezyonları oluştururlar. Bitkiler bu ikincil enfeksiyonlar için kök enfeksiyonu yoluyla oluşan sistemik enfeksiyondan çok daha uzun bir süreye sahip olduğundan hassastırlar. Lezyonlar tipik olarak damarlar tarafından sınırlandırılmış köşeli bir biçimdedir. Lezyonlar başlangıçta klorotik olmakta ve yaşlandıkça nekrotik bir hale dönmektedir. Teşhise yönelik belirleyici özelliği yaprağın alt yüzeyinde beyaz bir sporulasyonun bulunmasıdır. Lezyonlar hayli fazla sayıda ise birleşebilir ve etkilenen yaprakta geniş alanları kaplayabilir.
Lokal lezyonlar etkilenen yaprağın geniş bir alanını kaplamış olsalar bile nadiren sistemik enfeksiyon dahilinde de sonuçlanabilir (Zimmer, 1975) ve nadiren ekonomik öneme sahip olurlar. Bununla birlikte (Cohen ve Sackston 1973), lokal lezyonların sera çalışmalarında özel şartlar altında sistemik olabildiğini göstermişlerdir. Yeni oluşan yapraklar ve köklerde enfeksiyonun yayıldığını gözlemişlerdir. Uzun bir süre kök enfeksiyonuna maruz kaldıklarında hastalığa hassastırlar, Fide döneminde enfeksiyona maruz kalıp ilk olarak köklerini tıkayıp tümör oluşturan ve enfeksiyonu kök sisteminde hapseden ve fide dönemini bu şekilde geçiren ayçiçeği bitkileri çok uzun bir süreç içerisinde kök enfeksiyonuna maruz kaldıklarında hastalığa daha fazla dayanamazlar. Hastalıktan etkilenen kökler renksizleşir, kabuklanır ve anormal büyümeye uğrar ve lifli bir hal alan kök sistemi büyük oranda azalır ve kuraklığa karşı da toleransı azalır (Zimmer, 1973).
Epidemiyolojisi
Mildiyö şiddeti ve oranına tesir eden faktörler; toprak nemi ve sıcaklığı, bitki yaşı (gelişme devresi), inokulum tipi ve konsantrasyonudur.
Enfekteli bitkilerden alınarak ekilen tohumdan meydana gelen sistemik olarak enfekte olan bitkiler çok nadirdir (Cohen & Sackston, 1974a, Doken, 1989; Gossen & Sackston, 1968; Zimmer, 1975). Enfekteli bitkilerin tohum yuvasındaki tohumların sadece bir kısmı ki bunlar fungus ve infekteli tohumlardır, varlığını sürdüremezler. Bunun için inokulumun esas kaynağını hastalıklı tohumların teşkil etmesi olasılığı yoktur. Buna ek olarak, tohum üretim tarlalarında enfekteli bitkilerin uzaklaştırılması, mildiyönün geniş çaplı salgın teşkil etmesinde ana faktör olarak tohum kaynaklı inokulumun olasılığı metalaxyl fungisiti ile tohum ilaçlaması yapılarak minimize edilebilir. Bir şekilde P. halstedii’nin uluslararası tohum hareketleri yoluyla girişi muhakkak imkân dâhilindedir, ancak küçük bir olasılıktır. Tohumla bulaşıklığı/taşınmasını tespit etmek için yaygın yetiştirme testleri dışında ELİSA gibi serolojik metotların kullanımı tecrübe edilerek geliştirilmiştir. (Liese et al., 1982), aynı zamanda DNA hibridizasyon tekniklerinin diğer mildiyöler ile kullanışlılığı da kanıtlanmıştır (Yao et al., 1990).
Mildiyönün geniş çaplı salgınındaki ana sebepler; sulama suyu veya yağmur suyunun akışa geçişi ile taşıdıkları oosporlar veya zoosporlarla, yabani ayçiçekleri veya yakın tarlalardan rüzgârla gelen zoosporlarla, önceki yıldan kalan infekteli ürünlerden toprak kaynaklı inokulumlardır (Zazzerini, 1978; Zimmer, 1972). Fideler nispeten kısa bir zaman periyodu için sistemik enfeksiyona hassastırlar. Sera çalışmalarında 10 günden daha yaşlı fidelerde sistemik simptomların gelişmesi başarısız olmuştur (Zimmer, 1975), fakat fungus kök simptomlarına sebep olmuştur (Zimmer, 1973). Amerika’da (Zimmer, 1975) ve Hindistan’da (Patil et al., 1992) yapılan tarla çalışmalarında sistemik simptomların geliştiği fide oranın ekimden sonraki 3 ile 15 gün içindeki yağışın miktarına bağlı olduğugörülmüştür. Eğer bu dönem kuru ve toprak sıcaklığı da yüksekse veya hızlı bir yükselme varsa o zaman sistemik simptomun şiddeti düşük olur.
Yaşam Çemberi
P. halstedii’nin yaşam çemberi diploid karakterli ve kalın hücre duvarlı yapıya sahip bir dinlenme sporu olan oospor ile başlar (Hall, 1989a, Nishimura,1922, Novotel-nova, 1966). Tamamen epidermisin altında konukçu hücresinin içerisinde bulunan oosporlar enfeksiyondan 2 hafta sonra sayıca köklerin içerisindeki miktarı yaprakların içerisinde bulunanlardan daha fazla hale gelir (Viranyi,1988). Köklerde şekillenen oosporlar uzunca yuvarlak şekilli olup 36–78 ile 29–46 mikron ölçüsündedir ve oosporlar yaprakların içerisinde iken yuvarlağa daha yakın şekilli olup belirtilen ölçülerin yarısı kadardır. Bugüne kadar yapılan çalışmalarda P. halstedii’nin oosporlarının optimum çimlenme şartları tespit edilememiş olmakla beraber tahminen P.viticola (bağ mildiyösü) için gerekli şartlara benzer olup birkaç ay çok soğuk iklime gereksinim duyar. Oosporlar bir zoosporangium meydana getirirler ve zoosporangiumun içerisinde birbirinden bağımsız serbest halde kendiliğinden hareket edebilen biflagella zoosporlar meydana gelir. Bu, fungal yaşam çemberinin haploit fazının başlangıcıdır. Ayçiçeği kökleri ile temas eden zoosporlar kamçılarını kaybeder ve encyst olurlar (kese teşkil ederler). Kökle penetrasyonda çim tüpünden apressorium oluşturur ve 6–20 mikron çapında renksiz interselüler aspetate hif üretirler. Plasmopara halstedii haustoryumları (emeçleri) aracılığı ile konukçu hücre duvarlarının içerisinden besinlerini elde eder. Serin iklim koşulları ve yüksek nem durumunda genellikle yaprağın alt yüzeyinin üzerinde aseksüel sporulasyon meydana gelir. Sporongioforlar mildiyönün farklı cinslerinin tespitinde kullanılan özelliklerden birisidir (Şekil 5). Plasmopara genusunda sporongioforlar karakteristik olarak uzun ve ince şekillidir, dallanma dik açılı olur ve zoosporangia bunların ucunda oluşur (Şekil 6). P.halstedii’nin zoosporangiası eliptik yumurta şeklinde, 18–30 ile 14–20 mikrondur. Her bir zoosporangium böbrek şekilli birkaç düzine biflagella zoosporları herhangi bir yere salıvermek için gelişmeye başlar. Böylece yaşam çemberinin aseksüel fazı tamamlanır. Erkek (antheridia) ve dişi (oogonia) organlar hif uçları üzerinde oluşur ve birbirine karışıp kaybolarak oosporlar oluşur, bu P.halstedii’nin seksüel safhasıdır (Nishimura, 1926).
Patogenesis ve dayanıklılığın mekanizması
P.halstedii encyst (kese) zoosporlarının ayçiçeği kökleri ile teması öncelikle büyüme bölgesi içerisine epidermal hücrelere penetrasyonu ile meydana gelir, hipokotil ve kotiledonlar üzerinde ise enfeksiyon görülmemiştir (Whetje&Zimmer,1978). Köklere girişin sonrasında fungus sap ve hipokotilde köklerin parankima hücreleri arasındaki intraselüler (hücrelerarası) boşluklara doğru gelişerek sistemik enfeksiyonu gerçekleştirir (Allard,1978; Doken,1986). Besinler haustoryumlar (emeçler)aracılığı ile konukçu hücresinin içerisinden sağlanır. Bu konukçu patojen ara yüzünün histokimyasal analizleri ve mikro grafikleri mükemmel bir şekilde (Marte ve Caporali 1976) ile (Whetje et al., 1979) tarafından yapılmıştır. Sapta yukarıya doğru hif gelişirken petiollerden aşağı hareket eder ve hücrelerarası gelişimi damarlar çevresinde damarsız dokularda devam eder. Hif gelişimi sıklıkla küçük damarlar tarafından sınırlandırılır, fungal kolonizasyonun, yayılma sınırları köşeli klorotik alanlarla sonuçlanır. Kök, hipokotil veya tomurcuk inokulasyonunu takip eden enfeksiyonun zaman sırası ve yönü (Delanoe 1972) tarafından detaylı bir şekilde tanımlanmış ve açıklanmıştır.
Sistemik olarak enfekteli bitkilerde belirgin bir şekilde metabolizma değişikliği görülür. Mildiyö hastalığının tipik belirtisi olarak bodurluk meydana gelir ve yaprak sayısında azalma (1–3) görülür, toplam kütlede yaprak alanında ve bitki boyunda %90’ın üzerinde azalma meydana gelir (Spring et al.,1991). Klorofil konsantrasyonu ve fotosentetik etkinlikte azalır (Viranyi&Oros,1981). Bodurlaşmaya indolasetikasit (IAA) miktarında meydana gelen düşme sebep olur (Cohen&Sackston,1974b). IAA’nın kaybolması ışık tesiriyle yön değiştirmenin ve negatif yeredoğrulum tepkisinin kaybolması ile de ilgilidir. Auxin ayrışımından sorumlu enzim olarak özellikli oksidaz olan IAA’i tanımlanmıştır (Benz&Spring,1995).
Bazı araştırıcılar ayçiçeği üzerinde mildiyö enfeksiyonunun etkisi üzerine araştırmalar yaptılar, fakat çoğu infekteli bitkilerle sağlıklı olanları kıyasladılar ve enfekteliler/inokuleliler ile dayanıklı bitkileri kıyaslamadılar. Cohen (1975) sağlıklı saplar ile kıyaslanan infekteli saplarda peroksidaz ve ß-glukosidaz seviyelerinin her ikisinde de 13 kat artış gözlemiştir. Sonraki çalışmalar, göstermiştir ki, artan peroksidaz seviyeleri enfeksiyonun bir sonucuydu ve dayanıklılık için önemli değildi (Aleksandrescu&Vranceanu,1980), ve bunun için peroksidaz mildiyö dayanıklılığı araştırmalarında bir belirleyici olarak kullanılmadı (El-Kadousy et al.,1984). Fenilpropanoid biyosentezi mildiyö enfekteli bitkilerde hızlanır, fenilalanin amonia-lyase (PAL) aktivitesinde artış ile tipik olarak ölçülür (Tena&Valbuena,1983). Diğer mildiyöler ile zaman-davranış biçimi çalışmaları inokulasyondan sonra 24 saat içerisinde yükselen PAL seviyeleri ile dayanıklı konukçu tepkisi sıklıkla görülmüştür. Bu nedenle dayanıklılık tepkisini belirleyici olan engelleyici içeriklerin varlığı veya yokluğu değil konukçu reaksiyonundaki hızdır. Flavenoid içeriklerinin miktarı yükseltilmiş P.viticola’ya dayanıklı üzüm (Vitis vinifera L.) çeşitlerinde inokulasyondan sonra 2 gün içerisinde saptanmıştır, hassas çeşitlerde ise bu içerikler 8 günden sonraya kadar ortaya çıkmaz (Dai et al.,1994,1995a). Flavenoidleri ve mantarlaşmayı (suberizasyon) teşvik etmekle beraber dayanıklı üzüm çeşitlerinde bir gallocatechin türetiğinin dayanıklılığın ana bileşenlerinin biri olduğu anlaşıldı (Dai et al.,1995b). Ayçiçeğinde mildiyö enfeksiyonunu izleyen aşamada değişik fenolik içerikler birikir ki bazıları fluorescentlerdir. Scopoletin ana fluorescent bileşiktir ki, enfekteli dokularda 23 kattan daha yüksek seviyelere ulaşır (Cohen & İbrahim, 1975). Scopoletin parankima hücre duvarlarında lokalize olmuş (Cohen,1975) ve epikotilde en yüksek konsantrasyona ulaşmıştır (Spring et al.,1991).
Kontrol
Kimyasal kontrol
Ayçiçeği hastalıklarından birisi olan mildiyö dünyada birçok ülkede öncelikle fungusitler ile geçerli bir şekilde kontrol altına alınmaktadır. Pek çok fungisit P.halstedii’ye karşı etkindir ve tohum ilaçlaması için en yaygın olarak kullanılanı metalaxyl’dir. Diğer fungusitlerden acetamide ve triadiazole’un daha az ve metalaxylin analogları olan benalaxyl ve oxadixyl içeren tohum uygulamalarının metalaxyl ile yaklaşık aynı derecede olduğu belgelenmiştir. Viranyi ve Oros (1991) P.halstedii’nin gelişme dönemlerine her bir fungisitin nasıl etkili olduğunu tanımlamışlardır. İlk çalışmalarında Oros ve Viranyi (1987) mildiyö şiddetine karşı 11 fungisit içerisinden metalaxyl’in en etkili fungisit olduğunu buldular.
Metalaxyl; ABD, Yugoslavya, İspanya, Romanya, Hollanda, İtalya Macaristan, Yunanistan, Bulgaristan ve Arjantin’de ayçiçeğinde kullanım için ruhsatlandırılmıştır. Avrupa aktif içerik dozunu 210 g/100 kg tohum olarak belirlerken Amerika 61 g/100 kg tohum olarak etiketlemiştir. Metalaxyl hiçbir ülkede şimdiye kadar yaprak uygulaması olarak ruhsatlandırılmamıştır. Melero-Vara et al. (1982) hektara 520g sprey uygulamasının simptomları 2/3 azalttığını belirtmiştir. Toprağa uygulanan metalaxyl bir eradikant olarak etkilidir fakat geniş alanlardaki tarla uygulamaları için fahiş masraflara neden olur. Metalaxyl’in sık olarak kullanımı ile ilgili bir endişe fungusta meydana gelen fungisit dayanıklılığının birçok kişi tarafından belgelendirilmesidir. Metalaxyl’e dayanıklı patojenlerin doğal seleksiyonu patates (Solanum tuberosus L.) ve üzüm gibi ürünlerde tek bir yetiştirme sezonu içerisinde çoğunlukla ve defalarca meydana gelir. Metalaxyl’in etkisinin azalmasındaki diğer faktör toprak mikroorganizmalarının ayrıştırmasının bir rolüdür. Metalaxylin yarılanma ömrü 6 gün kadar kısa bir süredir (Droby&Coffey, 1991).
Dayanıklılık ıslahı
Dayanıklılık çalışmalarının başlangıcında 4 Pl genin varlığı ve onların bilinen iki ırkının kontrol edilebildiği kabul edilmekteydi. Pl2 genotipleri her iki ırkı, Irk 1 ve ırk 2, kontrol ederken Pl1 genotipi sadece en az virülens ırk olan ırk 1’i kontrol etmekteydi. Pl3 ve Pl4 sırasıyla Pl1 ve Pl2 ile hemen hemen aynı olarak değerlendirilmekteydi. Aradan geçen yıllarda en azından 7 ilave gen saptandı. Onların ırkları ve orijinleri (Sackston ve et al. 1990) tarafından özetlenmiştir.
Mildiyö dayanıklılığı için ayçiçeği değerlendirilmesi basit olarak hastalıklı ayçiçeği tohumlarını toprağa ekmektir (Nishimura, 1922; Novotelnova, 1966; Gossen&Sackston, 1968). En yaygın kullanılan değerlendirme metodu bütün fidenin inokulasyonu olarak bilinir, sistemik simtomları geliştirmek için gelişmiş fidelerin 2/3 lük kısmı birkaç saat süre ile zoospor süspansiyonuna daldırıldıktan sonra 2 hafta bekletilmesidir. Bu metot Rusya da geliştirilmiştir (Moldvan&Zhivola, 1965, Sackston 1981b de tanımlandı). Tekniğin detayları birçok defanın üzerinde dikkatle incelendi ve geliştirildi, defalarca yinelendi (Delanoe, 1972; Zimmer & Kinman,1972; Cohen & Sackston,1973; Gulya et al.,1991b; Gulya,1996b). Hassaslığın değerlendirilmesi gerçek yapraklar ve kotiledonlar üzerinde sporulasyonun varlığı üzerine oturtulur. Tüm fide daldırma metodu olgunlaşmamış embriyoların 7–10 mm uzunluğundaki radikulalarının (kökçük) inokule edilmesi şeklinde test ederek de kullanılabilir (Shindrova et al.,1994). İnokulumun uzun bir zaman için depolanması -80 Co lik dondurucuda (Viranyi,1985) veya sıvı azot içerisinde (Gulya et al., 1993) yapılabilir.
Görünüşte dayanıklı bitkilerin hipokotil ve köklerinin muayenesinde P.halstedii’nin yerleşmiş ve kolonize olabildiği, fakat enfeksiyonun kotiledon nodlarının dışında ilerlemediği ve böylece sistemik olmadığı görülmüştür (Cohen&Sackston, 1974a; Viranyi, 1978; Mouzeyar et al.,1993;Gulya&Urs, 1995). Mildiyö dayanıklılığının tayininde diğer bir yöntem yaprak disk koparma inokulasyon metodudur (Sackston & Vimard, 1988; Gulya, 1990b), hassas bitkilerden tohum üretme potansiyeli ile çeşitli ırklar ile tek bitkileri test etmek için büyük bir umut veren yöntemdir. Bilinen hassas genotiplerde enfeksiyon eksikliği ve yaprak diskinin bakteriyel kontaminasyonu ile ilgili problemler, kararlaştırılmamış modifikasyonlar bu tekniğin kabul edilebilirliğini sınırlamaktadır (Sackston&Anas,1991;Sackston, 1992b). Kallus kültürü kullanılarak mildiyö dayanıklılığının geliştirilmesi denemelerinde P.halstedii ‘nin Agrobacterium rhizogenes ile teşvik edilip ayçiçeği kökleri üzerinde temiz olarak gelişmesine rağmen (Zahka & Viranyi,1991) sadece sınırlı başarılar bulunmuştur (Viranyi & Sziraki, 1986; Gray & Sackston,1987,1988). Dayanıklılık değerlendirmesinin diğer iki metodu Timoshenko ve Anashchenko (1982) tarafından önerilmektedir. Birinci metotta, ayçiçeği tohumları önce çimlendirilip bir zoospor süspansiyonuna batırıldı. Görünmeyen enfeksiyonun varlığını kanıtlamak için, yazarlar ayçiçeği bitkisinin başını 2–3 yapraktan keserek yaprak semptomlarının meydana gelmesini teşvik ettiler.
Günümüzde tespit edilen çoğu Pl dayanıklılık genleri tek bir ırkın kontrolü ve kalıtsallığı dominanttır. Kalıtsallık çalışmaları bazı genler arasında, örneğin Pl2 ve Pl1, güçlü bağlar olduğunu ortaya koymuştur (Rahim, 1992). Garcia (1991) RHA 274’ün ırk 2 ve 7 ‘ye dayanıklı iki geni kapsadığını kabul etmektedir. Üretime sokulan USDA hatlarında mildiyö dayanıklılığı üzerine yapılan diğer kalıtım çalışmaları (Tan et al.1992), Miller ve Gulya (1987, 1991), ve Zimmer ve Kinman (1972) tarafından yapılmıştır. Bunlar ve daha eski kalıtım çalışmaları Miller (1992b) ve Sackston (1981a,1992a) tarafından özetlenmiştir.
Yeni çıkmış 5 adet USDA ıslah hattı, HA-335, HA-339, ve RHE-340 P. halstedii’nin bilinen bütün ırklarına dayanıklılık göstermiştir. İlk piyasaya sürüldüğünde (Miller&Gulya,1988) başlangıçta sadece 1,2.3. ırklara dayanıklıydılar, fakat sonradan bütün ırklara dayanıklı bulunmuştur. Bu türler arası melezler ırk 4 ‘e dayanıklılık için çalışıldığı zaman H.annuus melezlerinden Pl6, H.pracox ebeveyninden Pl7 ve H.argophyllus melezlerinden Pl8 olmak üzere 3 farklı gen tespit edildi (Miller & Gulya,1991). Diğer ırklara bu hatların dayanıklılığının kalıtsallığı üzerinde çalışılmamıştır, bunun için kendine özgü ırksız bağışıklık veren tek gen veya sıkı bağlı genlerin bir kümesi bilinmemektedir. Kalıtım çalışmaları için geleneksel ıslah tekniklerine ilave olarak PCR (Polymerase Chain Reaction) ve RFLP (Restriction Fragment Length Polymorphism) analizleri gibi moleküler tekniklerin kullanımı mildiyö dayanıklılığının anlaşılmasında ve onun diğer fenotipik işaretleyiciler (marker) ile bağlantısına şüphesiz yardımcı olacaktır. Fransız araştırıcılar grup 1 bağlantısında (1.grup zincirinde) Pl1 geninin posizyon haritasını daha önce çıkarmışlardır (Mouzeyar et al.,1995a).
Mildiyö dayanıklılık araştırmaları Kuzey Dakota Fargo’da “USDA yağlı tohumlar Projesi”nin bir alt projesi olarak devem etmektedir. Birçok hatta ırk 1 ve ırk 2 ye birleşik dayanıklılığa ilave olarak, Irk 3 dayanıklılığı DM–1,DM–2 ve DM–3 kaynaklarında (Miller&Gulya,1985) ve ırk 1 ile 4’e dayanıklılık ise üretime sunulan HAR–4 ve HAR-5’te bulunmuştur (Gulya,1985b). Kültür ve yabani ayçiçeklerinin USDA bitki koleksiyon kılavuzunda bulunan dayanıklılık kaynakları üzerine bilgiler literatürde bulunmaktadır (Gulya, 1985a) ve GRIN (Germplazm kaynak kılavuz ağı) yoluyla erişilebilmektedir. Yıllık ve çok yıllık Helianthus türlerinin genetik çeşitliliğini çoğaltma denemelerinde mildiyö dayanıklılığı testleri yapılmaktadır (Seiler&Gulya,1992). Kültüre alınan ayçiçekleri ile yabani yıllık ve çok yıllık Helianthus spp.’ler arasında yapılan türler arası melezlerden, birçok mildiyö ırkına dayanıklı olan birkaçı piyasaya sunulmuştur (Seiler,1991a,b,c,1993).
Biyolojik Kontrol
Oomycete funguslarının sebep olduğu fide kök hastalıklarının biyolojik kontrolünde ilerlemeler sağlanmıştır. Bu bio-kontrol organizmalardan birkaçı ticari olarak kullanılmaktadır (Lewis&Papavizas, 1991). Sadece mikoparazitik funguslar (Trichoderma spp., Gliocladium spp.) değil aynı zamanda bakteriler (Bacillus spp., Enterobacter ve Pseudomonas spp) Pythium ve Phytophthora spp.’lerin sebep oldukları hastalıkların kontrolü için kullanılmaktadır (Harmon,1991). Pythium ve diğer oomycete patojenlerinin nin kontrolü için seçilen bio-kontrol organizmalar enfeksiyon biçiminin benzerliği ve yakın taksonomik akrabalıklarından dolayı P.halstedii’nin kontrolü için de gösterilebilir. Ayçiçeği rizosferinden potansiyel mikoparazitlerin seçimi ile ayçiçeği köklerinde iyi kolonize olabilen antagonistler de bulunabilir (Fages&Lux, 1991). Ayçiçeği rizosfer bakterileri (Pseudomonas ve Bacillus spp.) Sclerotium rolfsii ve Macrophomina phaseolina’nın sebep olduğu kök hastalıklarında potansiyel olarak gösterilebilir, fakat P.halstedii ile test edilmemişlerdir (Hebbar et al.,1991). P.halstedii’den bir mikovirüsün isolasyonunda (Gulya et al., 1992b) çift iplik RNA’nın küçük bir ikosohedral kadarı olarak karakterize edilmiş (Mayhew et al., 1992) ve bio-kontrol için onun kullanılabilirliği ise spekülasyonlara yol açmıştır. Ne yazık ki, bu güne kadar incelenen bütün virüs ve böyle mikovirüs ırklarının zararlı olup olmadığı açık değildir.
Kültürel yöntemler
P.halstedii rüzgâr, toprak ve tohum kaynaklarından doğal yollarla yayılır, önceki yıllardan toprağa düşen tohumlardan kendi gelen mildiyö enfekteli ayçiçeği ve yabani Helianthus’ların varlığı ile bağlantılı olarak ve enfekteli bitki döküntü ve artıkları içerisinde oosporların yaşamları uzun vadeli olur. Mildiyönün etkili bir biçimde kontrolü için kültürel uygulamaların kullanılması çoğunlukla pratik olmaz. Buna rağmen, bazı kültürel tedbirler tavsiye edilir. İnokulumun varlığını azaltmak için ayçiçeği ekimleri arasında minimum 4 yıllık münavebe yapılması ve ayçiçeği bitki artıklarlının yol kenarlarında ve nadasa bırakılmış ekilmemiş tarlalarda imhası gerekir.
Kaynaklar
Alexandrescu, V., and A.V. Vranceanu. 1980. New electrophoretic technique fort he separation of sunflower isoperoxidases, useful in genetic studies on resistance to downy mildew. Rev. Romanian Biochem. 17:117-120.
Allard, C. 1978. Invasion et colonisation systemique de la plantule de tournesol par le Plasmopara halstedii. Ann. Phytopathol. 10:197-217.
Benz, A., and O. Spring. 1995. Identification and characterization of an auxin-degrading enzyme in downy mildew infected sunflower. Physoil. Mol. Plant Pathol. 46:163-175.
Cohen, Y., and W.E. Sackston. 1973. Factors affecting infection of sunflowers by Plasmopara halstedii. Can. J. Bot. 51:15-22.
Cohen, Y., and W.E. Sackston. 1974a. Seed infection and latent infection of sunflower by Plasmopara halstedii. Can. J. Bot. 52:231-238.
Cohen, Y., and W.E. Sackston. 1974b. Disappearnance of IAA in the presence of tissues of sunflowers infected by Plasmopara halstedii. Can. J. Bot. 52:861-866.
Cohen, Y. 1975. Fluorescence microscopy and related enzyme activity of sunflower plants infected by Plasmopara halstedii. Physoil. Plant Pathol. 7:9-15.
Cohen, Y., and R.K. Ibrahim. 1975. Changes in phenolic compounds of sunflowers infected by Plasmopara halstedii. Can. J. Bot. 53:2625-2630.
Dai, G.H., C. Andary, L.Mondolot-cosson, and D. Boubals. 1994. Polyphenols and resistance to grapevines (Vitus spp.) to downy mildew (Plasmopora viticola). Act. Hort. 381:763-766.
Dai, G.H., C. Andary, L.Mondolot-cosson, and D. Boubals. 1995a. Histochemical studies on the interaction between three species of grapevine and the downy mildew fungus, Plasmopara viticola, Physiol. Mol. Plant Pathol. 46:177-188.
Dai, G.H., C. Andary, L.Mondolot-cosson, and D. Boubals. 1995b. Involvement of phenolic compounds in the resistance of gravevine callus to downy mildew (Plasmopara viticola). Eur. J. Plant Pathol. 101:541-547.
Delanoe, D. 1972. Biologie et epidemiologie du mildiou du tournesol (Plasmopara helianthi). CETIOM Inf. Tech. 29:1-49.
Doken, M.T. 1986. The nature of systemic invasions of stem and leaves of sunflowers by Plasmopara helianthi Novot. var. helianthi with the mechanism of sporulation and zoospore release. J. Phytopathol. 117:270-275.
Doken, M.T. 1989. Plasmopara halstedii in sunflower seeds and the role of infected seeds in producting plants with systemic symptoms. J. Phytopathol. 124:23-26.
Droby, S., and M.D. Coffey. 1991. Biodegradation process and the nature of metabolism of metalaxyl in soil. Ann. Appl. Biol. 118:543-553.
El-Kadousy, S.A., V. Alexandrescu, and A.V. Vranceanu. 1984. Electrophoretic peroxidase variability in roots and leaves of inbred lines and simple hybrid of sunflower. Rev. Romanian Biochem. 21:125-129.
Fages, j., and B. Lux. 1991. Identification of bacteria isolated from roots of sunflower cultivated in a French soil. Can. J. Microbiol. 37:971-974.
Garcia, G. 1991. Race distribution and genetics of resistance to sunflower downy mildew. M.S. thesis. North Dakota State Univ. Fargo.
Gossen, P.G., and W.E. Sackston. 1968. Transmission and biology of sunflower downy mildew. Can. J. Bot. 46:5-10.
Gray, A.B., and W.E. Sackston. 1987. Host-parasite relationships in dual cultures of Helianthus annus and Plasmopara halstedii. Can. J. Bot. 65:2057-2060.
Gray, A.B., and W.E. Sackston. 1988. An attempt to predict response of sunflower to races of Plasmopara halstedii using cultured sunflower cells. J. Phytopathol. 121:81-84.
Gulya, T.J. 1985a. Evaluation of sunflower germplasm for sources of resistance to Sclerotinia stalk rot and race 3 downy mildew. P.349-353. In Proc. 11th Int. Sunflower Conf., Mar De Plata, Argentina. 10-13 March. Int. Sunflower Assoc., Paris, France.
Gulya, T.J. 1985b. Registration of five disease-resistant sunflower germplasms. Crop Sci. 25:719-720.
Gulya, T.J. 1990b. A leaf-disk inoculation technique for evaulation of sunflower downy mildew resistance. Phytopathology 80:1059.
Gulya, T.J., J.F. Miller, F. Viranyi, and W.E. Sackston. 1991b. Proposed internationally standardized methods for race identification of Plasmopara halstedii. Helia 14(15):11-20.
Gulya, T.J., T.P. Freeman and D.E. Mahyew. 1992b. Ultrastructure of virus-like particles in Plasmopara halstedii. Can. J. Bot. 70:334-339.
Gulya, T.J., S. Masirevic, and C.E. Thomas. 1993. Preservation of air-dried downy mildew sporangia in liquid nitrogen without cryopresevation. Mycol. Res. 97:240-244.
Gulya, T.J., and R.R. Urs. 1995. A simple method to assess root response of downy mildew “resistant” sunflower lines. p. 63-66. In Proc. 17th Sunflower Res. Workshop, Fargo, ND. 12-13 January. Natl. Sunflower Assoc., Bismarck, ND.
Gulya, T.J. 1996b. Everything you should know about downy mildew testing but were afraid to ask. P. 39-48. In. Proc. 18th. Sunflower Res. Workshop, Fargo, ND. 11-12 January. Natl. Sunflower Assoc. Bismarck ND.
Hall, G. 1989a. Plasmopara halstedii. Mycopathologia 106:205-207.
Harmon, G.E. 1991. Seed treatments for biological control of plant disease. Crop Prot. 10:166-171.
Hebbar, P., O. Berge, T. Heulin and S.P. Singh. 1991. Bacterial antagonistst of sunflower fungal pathogens. Plant Soil 133:131-140.
Hoes, J.A. 1983. Twisted leaf, a newly recognized syndrome of systemic sunflower mildew. Can. J. Plant. Pathol. 5:206.
Lewis, J.A., and G.C. Papavizas. 1991. Biocontrol of plant diseases: The approach for tomorrow. Crop Prot. 10:95-105
Liese, A.R., A.R. Gotlieb, and W.E. Sackston. 1982. Use of enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) fort he detection of downy mildew in sunflower. p. 173-175. In Proc. 10th Int. Sunflower Conf., Surfers Paradise, Australia, 14-18 March. Int. Sunflower Assoc., Paris, France.
Ljubich, A. 1989. Sunflower downy mildew and environmental factors affecting seedling reaction to artificial infection. Ms thesis. North Dakoto State Univ., Fargo.
Marte, M., and L. Caporali. 1976. Ultrastructure and Cytochemistry of the hastorial apparatus of Plasmopara halstedii. Carylogia 29:405-434.
Mayhew, D.E., A.L. and T.J. Gulya. 1992. Isolation and characterization of a mycovirus from Plasmopara halstedii. Can. J. Bot. 70:1734-1737.
Melora-Vara, J.M., C. Garcia-Baudin, C.J. Lopez-Herrera, and R.M. Jimenez-Diaz. 1982. Control of sunflower downy mildew with metalaxyl. Plant Dis. 66:132-135.
Miller, J.F., and T.J. Gulya. 1985. Registration of DM-2 and DM-3 sunflower germplasm. Crop Sci. 25:718-719.
Miller, J.F., and T.J. Gulya. 1988. Registration of six downy mildew resistant sunflower germplasm lines. Crop Sci. 28:1040-1041.
Miller, J.F., and T.J. Gulya. 1991. Inheritance of resistance to race 4 of downy mildew derived from interspecific cross of sunflower. Crop Sci. 31:40-43.
Miller, J.F. 1192b. Update on inheritance of sunflower characteristics. p. 905-945. In Proc.13th Int. Sunflower Conf., Pisa, Italy. 7-11 September. Int. Sunflower Assoc., Paris, France.
Mouzeyar, S., D. Tourvieille, and F. Vear. 1993. Histopathological studies of resistance of sunflower to downy mildew. J. Phytopathol. 139:289-297.
Mouzeyar, S., P. Roeckel-Drevet, L. Gentzbittel, J. Philippon, D. Tourvieille, F. Vear, and P.Nicolas. 1995a. R FLP and RAPD mapping of the sunflower Pl1 locus for resistance to Plasmopara halstedii race. 1. Theor. Appl. Genet. 91:733-737.
Nishimura, M. 1922. Studies in Plasmopara halstedii. II. J. Coll. Agric., Hokkaido Imp. Univ. 17:1-65.
Nishimura, M. 1926. Studies in Plasmopara halstedii. J. Coll. Agric., Hokkaido Imp. Univ. 11:185-210.
Novotelnova, N.S. 1966. Downy mildew of sunflower. U.S. Dep. Commerce, Natl.Tech. Info. Serv., Springfield, VA.
Oros, G., and F. Viranyi. 1987. Glasshouse evaluation of fungicides fort he control of sunflower downy mildew. Ann. Appl. Biol. 110:53-63.
Patil, M.A., C.D. Mayee, H.B. Phad, and M.S. Ramtirthkar. 1992. Influence of seedling age, sowing dates and rainfall on the incidence of sunflower downy mildew. Ind. Phytopathol. 45:370-371.
Rahim, M. 1992. Inheritance of resistance to sunflower downy mildew races 1, 2, and 3 in cultivated sunflower. M.S. thesis. North Dakota State Univ. Fargo.
Sackston, W.E. 1981a. The sunflower crop and disease: Progress, problems, prospects. Plant Dis. 65:643-648.
Sackston, W.E. 1981b. Downy mildew of sunflower. p. 545-575. In D.M. Spencer (ed.) The downy mildews. Acad Pres, London.
Sackston W.E., and B. Vimard. 1988. Leaf disk immersion (LDI) inoculation of sunflower with Plasmopara halstedii for in vitro determination of host-pathogen relationships. Plant Dis. 72:227-229.
Sackston, W.E., T.J. Gulya and J.F. Miller. 1990. A proposed International system for designating races of Plasmopara halstedii. Plant Dis. 74:721-723.
Sackston, W.E., and O. Anas. 1991. Problems with the leaf disk immersion (LDI) method of inoculating sunflowers with downy mildew, and solutions to some of them. Helia 14(15):1-6.
Sackston, W.E. 1992a. On a treadmill: breeding sunflowers for resistance to disease. Ann. Rev. Phytopathol. 30:529-551.
Sackston, W.E. 1992b. Cotyledon limited infection and leaf disk immersion inoculation of sunflower by downy mildew. p. 840-848. In Proc. 13th Int. Sunflower Conf., Pisa, Italy. 7-11 September. Int. Sunflower Assoc., Paris, France.
Seiler, G.J. 1991a. Registration of six interspecific sunflower germplasm lines derived from wild perennial species. Crop. Sci. 31:1097-1098.
Seiler, G.J. 1991b. Registration of 15 interspecific sunflower germplasm lines derived from wild annual species. Crop. Sci. 31:1389-1390.
Seiler, G.J. 1991c. Registration of 13 downy mildew tolerant interspecific sunflower germplasm lines derived from wild annual species. Crop. Sci. 31:1714-1716.
Seiler, G.J., and T.J. Gulya. 1992. Evaluation of wild sunflower species for downy mildew resistance. P. 1368-1374. In Proc. 13th Int. Sunflower Conf., Pisa, Italy. 7-11 September. Int. Sunflower Assoc., Paris, France.
Seiler, G.J. 1993. Registration of six interspecific germplasm lines derived from wild perennial sunflower. Crop. Sci. 33:1110-1111.
Shindrova, P., P. Ivanov, and N. Nenova. 1994. Determination of the resistance to downy mildew (Plasmopara halstedii) of sunflower lines using in vitro development of immature embryos. P. 109-112. In Proc 2nd Eur. Symp. Sunflower Biotech., Albena, Bulgaria. 14-18 June 1993.
Spring, O., A. Benz, and V. Faust. 1991. Impact of downy mildew (Plasmopara halstedii) infection on the development and metabolism of sunflower. J. Plant Dis. Prot. 98:597-604.
Tan, A.S., C.C. Jan, and T.J. Gulya. 1992. Inheritance of resistance to race 4 of sunflower downy mildew in wild sunflower accesions. Crop Sci. 32:949-952.
Tena, M., and R.L. Valbuena. 1983. Increase in phenylalanine ammonia-lyase activity caused by Plasmopara halstedii in sunflower seedings resistant and susceptible to downy mildew. Phytopathol. Z. 107:47-56.
Timoshenko, Z., V., and A.V. Anashchenko. 1982. Methods fort he rapid evaluation of resistance in sunflower to downy mildew. Trudy Prik. Bot. 71:144-145.
Viranyi, F. 1978. Harmful incidence of Plasmopara halstedii in downy mildew “resistant” sunflower. Phytopathol. Z. 91:362-364.
Viranyi, F., and G. Oros. 1981. Changes in the development and metabolism of sunflowers infected by Plasmopara halstedii. Acta Phytopathol. Acad. Sci. Hung. 16:273-279
Viranyi, F. 1985. A simple technique for long-term storage of Plasmopara halstedii sporangia at low temperature. Trans. Br. Mycol. Soc. 85:529-531.
Viranyi, F., and I. Sziraki. 1986. Estabilishment of dual cultures of Plasmopara halstedii. Trans. Br. Mycol. Soc. 87:323-325.
Viranyi, F. 1988. Factors affecting oospore formation in Plasmopara halstedii. P. 32-37. In Proc. 12th Int. Sunflower Conf., Novi Sad, Yugoslavia. 25-29 July. Int. Sunflower Assoc., Paris, France.
Viranyi, F., and G. Oros. 1991. Developmental stage response to fungicides of Plasmopara halstedii (sunflower downy mildew). Mycol. Res. 95:199-205.
Whetje, G., and D.E. Zimmer. 1978. Downy mildew of sunflower: Biology of systemic infection and the nature of resistance. Phytopathology 68:1568-1571.
Whetje, G., L. Littlefield, and D.E. Zimmer. 1979. Ultrastructure of compatible and incompatible reactions of sunflower to Plasmopara halstedii. Can. J. Bot. 57:315-323.
Yao, C.L., R.A. Fredericksen, and C.W. Magill. 1990. Seed transmission of sorghum downy mildew: Detection by DNA hybridization. Sedd Sci. Tech. 18:201-207.
Zahka, G.A., and F. Viranyi. 1991. Axenic culture of the downy mildew fungus Plasmopara halstedii in Agrobacterium rhizogenes-induced roots of sunflower. Can. J. Bot. 69:2709-2715.
Zazzerini, A. 1978. Diffusion of Plasmopara helianthi in relation to the soil slopes. Phytopathol. Med. 17:153-156.
Zimmer, D.E. 1972. Field evaluation of sunflower for downy mildew resistance. Plant Dis. Rep. 56:428-431.
Zimmer, D., and M.L. Kinman. 1972. Downy mildew resistance in cultivated sunflower and its inheritance. Crop Sci. 12:749-751.
Zimmer, D. 1973. Basal gall of sunflower initiated by plasmopara halstedii. Plant Dis. Rep. 57:647-649.
Zimmer, D.E. 1975. Some biotic data and climatic factors influencing sporadic occurence of sunflower downy mildew. Phytopathology 65:751-754.